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Fortbildung

Systematische Parodontitisbehandlung

 

Mikrobiologischer Nachweis parodontalpathogener Bakterien

Ausgabe 2, 2018

Die Parodontitis ist eine chronische Entzündung des Zahnhalteapparates, hervorgerufen von Bakterien, die in polymikrobiellen Biofilmen am Gingivarand bzw. in den parodontalen Taschen leben (8, 67). Charakteristisch ist der meist in Schüben verlaufende, fortschreitende Verlust von parodontalem Gewebe. Dieser ist das Resultat einer Immunantwort auf spezifische subgingivale Bakterienarten, sogenannte Parodontalpathogene (Abb. 1). Voraussetzung für den Beginn und das Fortschreiten der parodontalen Erkrankung ist das Auftreten mehrerer Faktoren zur selben Zeit: die Anwesenheit parodontalpathogener Bakterien, ein für sie günstiges lokales Milieu und die Anfälligkeit des Wirts (21).

Bakterielle Dysbiose. Erkenntnisse aus den vergangenen Jahren verdeutlichen zunehmend die Rolle der Zellen des Immunsystems beim Übergang einer Gingivitis in eine Parodontitis. Dabei sind die Aufgaben von neutrophilen Granulozyten bei der Immunantwort deutlich vielfältiger als lange Zeit angenommen in Hinblick auf die Kommunikation mit anderen Zellen und ihr Zeitpunkt des Auftretens bei der Parodontitis. Man spricht heutzutage von einer Dysbiose des bakteriellen Biofilms anstelle einer Infektion (23)

Die Bakterien leben in einem hoch organisierten Biofilm, wo sie von einer Matrix aus Proteinen, extrazellulären Polysacchariden und extrazellulärer DNA umhüllt und dadurch geschützt sind. Obwohl einzelne Spezies wie Porphyromonas gingivalis, Tannerella forsythia, Treponema denticola, Prevotella intermedia oder Fusobacterium nucleatum zum Teil stark mit Auftreten, Schweregrad und Verlauf einer Parodontitis assoziiert sind (siehe unten), handelt es sich nicht um eine spezifische Infektion einzelner Erreger. Vielmehr wird die Erkrankung durch eine „pathogene mikrobielle Gemeinschaft“ als Gesamtheit („Gemeinschaft-als-Pathogen-Modell“) ausgelöst (57). Diese entwickelt sich auf der Grundlage einer mikrobiellen Dysbiose, d. h. einer Verschiebung weg von einer symbiotischen apathogenen Mikroflora hin zu einer dysbiotischen pathogenen Mikroflora (22). Der „mikrobielle Shift“ wird hervorgerufen durch eine Zunahme potenziell pathogener Spezies (bzw. der Expression bislang nicht aktiver Virulenzgene) oder/und durch eine Reduktion apathogener, also günstiger Bakterien.

Derartige Verschiebungen im Keimspektrum können durch eine Vielzahl exogener und endogener Faktoren ausgelöst werden. Eine wichtige Rolle spielt dabei das Immunsystem des Wirts. Die genetisch determinierte Intensität der Entzündungsantwort beeinflusst das lokale Milieu, beispielsweise über die Menge und Zusammensetzung der Gingivaflüssigkeit, und damit die Zusammensetzung der Mikroflora (69). Beobachtet wurde auch eine Assoziation zwischen parodontalpathogenen Bakterien und verschiedenen Herpesviren (Epstein- Barr-Virus, Cytomegalie-Virus) bei der Pathogenese der Parodontitis (54).

Die lokalen Milieubedingungen in der Plaque bzw. in den parodontalen Taschen (Nährstoffangebot, Temperatur, pH, osmotischer Druck, Redoxpotenzial, Ionenkonzentration) beeinflussen die Zusammensetzung des Biofilms wie auch das pathogene Potenzial einzelner Bakterien (21, 36). Auch Lebensstil und Ernährungsverhalten können für die Entstehung einer Parodontitis eine Rolle spielen. So wurde bei Personen mit ungesunden Lebensgewohnheiten (Tabakrauchen, Alkoholkonsum, geringe körperliche Aktivität, ungesunde Ernährung) signifikant häufiger eine generalisierte chronische Parodontitis festgestellt als bei Personen mit gesunden Lebensgewohnheiten (18). In einer anderen Studie bewirkte eine vierwöchige Paleo-Diät eine Verschiebung der mikrobiellen Flora zugunsten nicht-parodontalpathogener Bakterien in der Plaque sowie der Reduktion der Besiedlung mit T. forsythia und A. actinomycetemcomitans im Bereich des Zungenrückens (3).

Parodontalpathogene Markerkeime sind stets auf die Anwesenheit eines bereits etablierten Biofilms angewiesen (63). Wird dieser Biofilm regelmäßig durch Mundhygiene entfernt, kann er nicht reifen und es fehlen die notwendigen Lebensbedingungen (z. B. anaerobe Atmosphäre) für das Wachstum parodontalpathogener Keime. Limitationen dieses Modells sind jedoch seltene Fälle, bei denen es trotz suffizienter Mundhygiene zu einem Fortschreiten der parodontalen Destruktion kommt. Neben dem individuellen und genetisch determinierten Immunsystem eines Patienten scheinen hierfür bestimmte Virulenzfaktoren der Parodontalpathogene verantwortlich zu sein. In diesen Fällen kann der adjuvante Einsatz von Antibiotika notwendig werden. In diesem Artikel sollen die Indikationen für eine systemische antimikrobielle Therapie beschrieben werden. Ziel ist es den rationalen Einsatz von Antibiotika auf Basis einer mikrobiologischen Diagnostik darzustellen und die Einsatzmöglichkeiten für einen Bakteriennachweis im Rahmen der Parodontitistherapie zu erläutern. (41).

Mikrobielle Flora in parodontalen Taschen. Es lassen sich knapp 700 verschiedene Bakterienarten in der menschlichen Mundhöhle nachweisen, davon können schätzungsweise 200 Arten in einem Individuum vorkommen (14). Davon konnte bislang nur knapp die Hälfte kultiviert und näher im Zusammenhang mit der Parodontitis charakterisiert werden. Der Großteil dieser Erreger lebt symbiotisch. Sie sind daher als physiologische Kommensalen zu bezeichnen. Nach heutigem Wissensstand gibt es lediglich einige wenige sogenannte „Leit- oder Markerkeime“ (Porphyromonas gingivalis, Tannerella forsythia, Treponema denticola, Prevotella intermedia und Aggregatibacter actinomycetemcomitans), die mit der Entstehung und Progression einer Parodontitis eng assoziiert sind (74) (Abb. 2). Alle Keime des subgingivalen Mikrobioms sind in fünf phylogenetisch eng verwandte Gruppen in einer Pyramide nach ihrer Häufigkeit angeordnet (63). Dieses Modell wurde durch die heutige Idee des dysbiotischen Biofilms teilweise überholt (23). Manche Spezies profitieren von sich verändernden Umweltbedingungen, wie beispielsweise einer Immunschwäche, und werden als opportunistische Erreger angesehen. Zu diesen Keimen gehört Aggregatibacter actinomycetemcomitans (26).

Nach der Komplextheorie vollzieht sich die Ansiedlung von Parodontalpathogenen nach einer bestimmten Abfolge und in Form voneinander unterscheidbarer Bakterienkomplexe. Die Basis bilden Frühkolonisierer, hauptsächlich vergrünende Streptokokken (gelber Komplex) und Actinomyces spp. (blauer Komplex). Es handelt sich um grampositive, überwiegend aerobe Erreger, welche einen Teil der physiologischen Flora darstellen (9, 33, 65).

Wird das immunologische Gleichgewicht durch Zunahme des bakteriellen Biofilms oder durch Störungen des Immunsystems verändert, verschiebt sich die mikrobielle Flora zugunsten gramnegativer anaerober Erreger (35). Der erste mit pathologischen Veränderungen assoziierte Komplex ist der „orange Komplex“. Dieser enthält gramnegative anaerobe Spezies mit einer moderaten bis hohen Pathogenität, wie Prevotella intermedia und Fusobacterium nucleatum, und grampositive anaerobe Erreger wie Parvimonas micra (Abb. 2) (11, 12). Diese sogenannten „Brückenspezies“ sind Wegbereiter für die Besiedelung mit den hochpathogenen Bakterien des „roten Komplex“. Neben Treponema denticola und Tannerella forsythia ist es vor allem Porphyromonas gingivalis, der eine sehr hohe Pathogenität besitzt und über verschiedene Immunevasionsstrategien verfügt (26). So scheint P. gingivalis in der Lage zu sein, in Epithelzellen einzudringen (32, 53). Eine besondere Relevanz bei der Parodontitis hat darüber hinaus A. actinomycetemcomitans. Auf molekularer Ebene besitzt dieser Keim neben diversen Virulenzfaktoren vor allem ein sehr potentes Toxin (Leukotoxin) zur Abwehr weißer Blutkörperchen (Leukozyten) und anderer Komponenten des Immunsystems (1, 28). Zudem besitzt der Erreger die Fähigkeit zur Epithelzellinvasion und damit zum fakultativ intrazellulären Wachstum. In Kombination mit einem hoch organisierten bakteriellen Biofilm bietet diese Eigenschaft den Parodontitiserregern daher einen weiteren in vivo Schutz gegenüber äußeren Einwirkungen wie Antiseptika und antimikrobiellen Substanzen (64).

Nicht jeder Träger von vermeintlich pathogenen Bakterien erkrankt jedoch an einer Parodontitis (71, 74). Determinierend für die Parodontitis ist vielmehr eine Veränderung in der Zusammensetzung wie auch der Konzentration der Keime des subgingivalen Mikromilieus. So lassen sich beispielsweise deutlich mehr Keime des roten Komplexes in erkrankten als in gesunden Taschen nachweisen (62) (Abb. 2). Eine vollständige Elimination der pathogenen Keime ist daher für den Erfolg einer antimikrobiellen Parodontitistherapie weder notwendig noch möglich. Übergeordnetes Ziel ist vielmehr die Reduktion der Markerkeime (19).

Die Komplextheorie ist nicht frei von offenen Fragen und Widersprüchen. So lassen sich parodontalpathogene Spezies wie P. gingivalis und T. forsythia häufig auch bei parodontal gesunden Personen isolieren (52). Untersuchungen mit verfeinerten molekularbiologischen Analyseverfahren deuten außerdem darauf hin, dass die Diversität der subgingivalen Flora deutlich größer ist, als dies bisher bekannt war (36, 67). In einer anderen Studie war die Assoziation von bislang nicht beschriebenen Phylotypen (z. B. Deferribacteres, Bacteroidetes) mit chronischer Parodontitis zum Teil stärker als die von P. gingivalis und T. forsythia (31). Allerdings sind endgültige Aussagen über die Bedeutung vermeintlich neuer Parodontalpathogene, die bislang nur anhand von Genfragmenten identifiziert worden sind, erst möglich, wenn es gelingt diese zu kultivieren. Bis dahin sollte sich die mikrobiologische Diagnostik auf den Nachweis bekannter Parodontalpathogene wie P. gingivalis, T. forsythia und A. actinomycetemcomitans mithilfe anerkannter Analyseverfahren stützen.

Mechanische Therapie. Die Grundlage jeder erfolgreichen parodontalen Therapie ist eine optimale häusliche Mundhygiene des Patienten. Solange der Patient nicht über die Ursachen der Erkrankung aufgeklärt und keine Demonstration und Instruktion der Mundhygienehilfsmittel durch Fachpersonal erfolgt ist, sollte nicht mit der Parodontaltherapie begonnen werden (46). Dazu gehört es auch, eine hygienefähige Situation für den Patienten durch Füllungstherapie oder Entfernung überstehender Restaurationsränder zu schaffen.

Leichte und moderate Verlaufsformen der chronischen Parodontitis lassen sich auf dieser Basis sowie einer anschließenden gründlichen mechanischen antiinfektiösen Behandlung erfolgreich therapieren (58). Mechanisches Debridement der Wurzeloberfläche zerstört den komplexen mikrobiellen Biofilm und stellt die Basis einer jeden Parodontitistherapie dar (46). Gleich effektiv ist es, Handinstrumente sowie Schall- bzw. Ultraschallinstrumente zu nutzen (68). Die Anwendung von maschinellen Instrumenten ist insgesamt jedoch zeitsparender (10). Zur Unterstützung können Antiseptika, wie z. B. Spülungen mit Chlorhexidindiglukonat oder ätherischen Ölen eingesetzt werden. Hierdurch werden Reinfektionen nach der Therapie vermieden. Eine detaillierte Beschreibung findet sich im „One-stagefull- mouth-disinfection“-Konzept nach Quirynen et al. (48). Dieses sieht neben einer vollständigen geschlossenen Therapie innerhalb von 24 bis 48 Stunden eine Desinfektion der Tonsillen, des Zungenrückens und wiederholte Taschenspülung durch Chlorhexidindiglukonat vor. Da Antiseptika den Biofilm im Gegensatz zur mechanischen Therapie nicht von der Zahnoberfläche ablösen bzw. dessen Integrität zerstören, können sie jedoch das Scaling und Root Planing nicht ersetzen (6, 13).

Die Grenzen der rein mechanischen Therapie liegen sowohl bei schweren chronischen und aggressiven Verlaufsformen der Parodontitis wie auch bei Parodontitis in Kombination bzw. auf dem Boden von immunsupprimierenden Systemerkrankungen (z. B. Diabetes mellitus oder HIV (43)). Ursächlich hierfür sind – ähnlich wie oben dargestellt – Keime, die sich der mechanischen Therapie entziehen (16, 63, 73). Gesteigert wird der Therapieerfolg durch eine begleitende systemische Antibiotikatherapie (37, 49, 61). Jedoch ist der komplexe und hoch organisierte Biofilm gegenüber äußeren Einflüssen, wie auch Antibiotika, sehr widerstandsfähig (17). Die mechanische Desintegration des Biofilms erhöht die Wirksamkeit der antimikrobiellen Therapie (29). Daher sollten Antibiotika immer additiv und nicht alternativ zur mechanischen Therapie eingesetzt werden. Der beste Zeitpunkt für den Beginn der Einnahme ist der letzte Behandlungstag der mechanischen Therapie (30, 38), entweder am Morgen des Behandlungstages oder direkt im Anschluss an die Therapie. Eine adjuvante Antibiotikatherapie kann in schweren Fällen zudem den weiteren chirurgischen Therapiebedarf verringern oder gänzlich vermeiden (40).

Bakterieller Erregernachweis. Der mikrobiologische Erregernachweis ermöglicht die Bestimmung der mikrobiellen Flora und liefert – in Abhängigkeit des Testverfahrens – eine qualitative oder quantitative Angabe der vorliegenden Erreger. Das labordiagnostische Ergebnis differenziert jedoch nicht zwischen einer chronischen und aggressiven Parodontitis (39, 55). Diagnostisch und therapeutisch entscheidend hierfür sind zunächst einmal das klinische Bild, die spezielle Anamnese und der röntgenologische Befund des Patienten. Die daraus abgeleitete Diagnose kann, je nach Art und Schweregrad der Erkrankung, eine Indikation zur Keimlastbestimmung liefern.

Eine gemeinsame Stellungnahme der Deutschen Gesellschaft für Parodontologie (DG Paro) und der Deutschen Gesellschaft für Zahn-, Mund- und Kieferheilkunde (DGZMK) empfiehlt eine mikrobiologische Diagnostik bei folgenden Diagnosen (5):

- Aggressive Parodontitis

- Generalisierte schwere chronische Parodontitis

- Therapieresistente Parodontitiden, bei denen es trotz adäquater mechanischer Therapie zu fortschreitendem Attachmentverlust kommt

- Schwere Parodontitiden in Verbindung mit systemischen Erkrankungen (z. B. Diabetes, Immunsuppression)

Sollte das Testergebnis trotz offensichtlicher klinischer Befunde negativ ausfallen, könnte dies daran liegen, dass bislang nicht kultivierbare und daher nicht näher identifizierte Mikroorganismen an der Krankheitsentstehung beteiligt sind. Weitere Möglichkeiten bestehen in einer dysregulierten Immunantwort, einer genetischen Prädisposition oder Defekten im Bereich des Kollagen- oder Knochenmetabolismus.

Das Ergebnis der mikrobiologischen Tests hilft bei der Entscheidung, ob und mit welchem Wirkstoff eine adjuvante antimikrobielle Therapie notwendig ist. Zudem ist es sinnvoll, nach Abschluss der antiinfektiösen Therapie erneut eine mikrobielle Diagnostik durchzuführen, um den Therapieerfolg zu überprüfen (15, 60). Dafür ist, wie bereits erwähnt, nicht immer eine vollständige Elimination der Keime notwendig. In vielen Fällen ist bereits eine Reduktion der Keimlast ausreichend.

Im Falle eines Therapiemisserfolgs, bei klinisch persistierender Entzündung und progredientem Attachmentverlust, kann unter Umständen eine weitergehende mikrobiologische Diagnostik mit Erregeranzucht und Resistenztestung versucht werden. Zuvor sollte allerdings sichergestellt werden, dass nicht eine unterbliebene oder fehlerhafte Einnahme der Antibiotika durch den Patienten für den ausbleibenden Therapieerfolg verantwortlich ist.

Labordiagnostische Testverfahren. Es existieren verschiedene Testverfahren zum Nachweis der Erreger des subgingivalen Mikrobioms, die mit ihren Vorund Nachteilen im Folgenden erläutert werden sollen.

Kultur. Grundsätzlich besteht die „eher theoretische“ Möglichkeit, Bakterien aus parodontalen Taschen kulturell anzuzüchten. Dies gilt insbesondere für die fünf Markerkeime der Parodontitis (P. gingivalis, T. forsythia, T. denticola, P. intermedia und A. actinomycetemcomitans). Da es sich größtenteils um obligat anaerobe Keime handelt, können hierzu in der bakteriologischen Routinediagnostik Flüssignährmedien (Thioglycolat- Boullion: enthält u. a. Kasein- und Sojapeptone, Glucose, B-Vitamine, Hämin und Vitamin K1) sowie Festnährmedien (Schaedler-Agar mit Schafblut, Schaedler- Kanamycin-Vancomycin-Agar mit Schafblut) verwendet werden. Antibiotikazusätze im Agarmedium dienen der Keimselektion durch Hemmung des Wachstums von fakultativ anaeroben gramnegativen Stäbchen (Kanamycin) bzw. obligat anaeroben grampositiven Stäbchen (Vancomycin). Aufgrund der Probenabnahme aus den parodontalen Taschen mittels eines Papierstreifens ist eine initiale kulturelle Anzucht mittels Drei-Ösen-Ausstrich (Abb. 3a) grundsätzlich nicht möglich. Stattdessen müssen die Erreger zunächst in einem Thioglycolat-FlüsFlüssignährmedium angezüchtet werden, um sie anschließend auf Festnährmedien zu subkultivieren. Dieses Prozedere schränkt die Quantifizierbarkeit der Erreger ein. Die Kultur der Festnährmedien erfolgt zudem stets unter anoxischen Bedingungen in einem Anaerobiertopf (Abb. 3b) für mindestens weitere 48 Stunden. Mit diesen Verfahren können die verschiedenen Keime nun visuell durch ihre unterschiedlichen Wachstumscharakteristika (Kolonieform und -farbe) unterschieden werden (Abb. 4a). Einzelkolonien werden dann weiter zur Herstellung einer Reinkultur auf einem frischen Festnährmedium subkultiviert (Abb. 4b). Mittels MALDI-TOF (Matrix- Assistierte Laser-Desorption-Ionisierung (MALDI) mit Flugzeitanalyse (engl. time of flight, TOF) lässt sich anschließend die Erregerspezies identifizieren (Abb. 5a, b). Zudem bietet die bakterielle Anzucht die Möglichkeit der Resistenztestung mittels E-Testung (Epsilometer- Testung). Exemplarisch wurde hier eine Resistenztestung für Porphyromonas spp. (Abb. 6a, b, c) bzw. Aggregatibacter spp. (Abb. 6d, e, f) durchgeführt. Im Vergleich zu Porphyromonas spp. zeigt sich bei Aggregatibacter spp. eine Resistenz gegenüber Metronidazol (MTZ) und Clindamycin (CD) durch ein Keimwachstum bis zu einer Antibiotikakonzentration von 256 µg/ ml (Abb. 6e, f). Zusammenfassend ist die kulturelle Erregeranzucht jedoch sehr aufwändig, langwierig und kostenintensiv. Sie bleibt daher nur ausgewählten, speziellen Fragestellungen vorbehalten. Darüber hinaus ist präanalytisch zu berücksichtigen, dass anaerobe Keime sehr schnell in Kultur gebracht werden müssen, da sie andernfalls bereits auf dem Transport absterben. Zudem können kulturell nur etwa 50 Prozent der oralen Mikrobiota angezüchtet werden (42, 45).

Molekularbiologische Verfahren. Im Gegensatz zur kulturellen Erregeranzucht, die schnelle Transportzeiten zum Nachweis viabler Erreger voraussetzt, basieren molekularbiologische Testverfahren der fünf Parodontitiserreger (P. gingivalis, T. forsythia, T. denticola, P. intermedia und A. actinomycetemcomitans) auf dem Nachweis polymorpher, hochspezifischer Gensequenzen (Internal Transcribed Spacer (ITS)) im Bereich der 16S rDNA (ribosomale Desoxyribonukleinsäure) des bakteriellen Genoms. Da bakterielle DNA relativ stabil ist, können die Erreger auch noch nach vielen Tagen problemlos auf einem Papierteststreifen detektiert werden.

Initial wird hierzu die bakterielle DNA als gepoolter Probenansatz mittels verschiedener Lysepuffer vom Teststreifen eluiert. Vorhandene RNA wird durch Zusatz von RNase A verdaut (Abb. 7a). Die isolierte bakterielle DNA wird anschließend mit einer Multiplex Polymerasekettenreaktion (PCR) amplifiziert. Hierbei werden (wie in diesem Fall für P. intermedia und T. forsythia dargestellt) je zwei Zielsequenzen gleichzeitig mittels spezifischer Primer vervielfältigt (Abb. 7b). Die PCR-Reaktion besteht dazu aus drei Schritten: (1) Denaturierung der DNA-Doppelstränge (bei ca. 95 °C), (2) Primerhybridisierung (Annealing) an den DNA-Einzelstrang (bei ca. 65 °C) sowie (3) Elongation des DNAEinzelstrangs mittels DNA-Polymerase zum DNA-Doppelstrang (bei ca. 70 °C). Durchgeführt wird diese Reaktion in kleinen Reaktionsgefäßen in einem Thermocycler (Abb. 7c). Um das entstehende PCR-Produkt sichtbar zu machen, werden während der DNA-Neusynthese fluoreszierende Farbstoffe in das PCR-Produkt integriert. Mit zunehmender Produktmenge nimmt die – mittels einer Auswertsoftware sichtbar gemachte – Fluoreszenz exponenziell zu. Am Ende der PCR-Reaktion (nach Verbrauch der PCR-Reagenzien) flacht die Fluoreszenzintensitätskurve langsam ab (sigmoidaler Kurvenverlauf) (Abb. 7d, linke obere Grafik). Um Rückschlüsse auf die in der Probe vorhandene Keimmenge (blaue Kurven) ziehen zu können, werden für jeden Erreger vordefinierte PCR-Ansätze mit Lysaten bekannter bakterieller Konzentrationen von ATCC (American Type Culture Collection)-Referenzstämmen der jeweiligen Markerkeime mitgeführt (grüne Kurven) (Abb. 7d linke obere Grafik). Durch mathematische Transformation (lineare Regression) lässt sich so anhand der Kurvenverläufe die in der Probe vorhandene Erregermenge errechnen (Abb. 7d rechte obere Graphik) sowie benutzer- und einsenderfreundlich als Balkendiagramm im Arztbrief grafisch darstellen (Abb. 8). Für ein besseres Verständnis sind die molekularbiologischen bzw. mathematischen Grundlagen der real-time PCR sowie der linearen Regression in Abb. 9 genauer dargestellt (42).

Probenentnahme und Präanalytik. Zur Bestimmung der bakteriellen Besiedlung können subgingivale Proben mithilfe dünner Papierstreifen entnommen und mittels einer sterilen Pinzette in einem Transportröhrchen für den Versand verpackt werden (Abb. 10a, b). Der bestmögliche Zeitpunkt für die Probenentnahme aus den parodontalen Taschen ist die Hygienephase. Dadurch wird gewährleistet, dass das Ergebnis des Tests zum Abschluss der Initialtherapie vorliegt. Die meisten kommerziellen Testsysteme bieten zur Gewinnung der Proben sterile Papierspitzen an (Abb. 10b). Die Probenentnahme sollte – soweit möglich – aus den am schwersten erkrankten Stellen eines jeden Quadranten erfolgen (20, 60). Da die Mundhöhle nicht primär steril ist, empfiehlt es sich, die Probenentnahmestelle zuvor supragingival zu reinigen und mit Watterollen trockenzulegen. Hierdurch werden die Kontamination mit der oberflächlichen Keimflora sowie ein unerwünschter Keimverdünnungseffekt der Erreger aus der Tasche durch Speichel minimiert. Die Papierspitze wird zügig und möglichst weit apikal in die Tasche eingebracht und dort für ca. 10 bis 20 Sekunden belassen (Abb. 10a). Anschließend wird die Papierspitze wieder aus der Tasche entfernt und mit den anderen Papierspitzen in ein Transportröhrchen gegeben (Abb. 10b). Da die relative Erregerlast an pathogenen Keimen therapieentscheidend ist, erfolgt die Bestimmung der Bakterienmenge gepoolt (34).*

Antimikrobielle Therapieansätze. Eine effiziente antimikrobielle Therapie unterstützt das Immunsystem in der Erregerelimination. Sie reduziert nicht nur den parodontalpathogenen Anteil der subgingivalen Flora, sondern unterstützt auch die Verschiebung von einer dysbiotischen zu einer symbiotischen Mikroflora und damit die Etablierung eines „gesunden“ subgingivalen Ökosystems. Man unterscheidet zwischen bakteriziden (direkte Abtötung der Erreger) und bakteriostatischen Antibiotika (Hemmung des Keimwachstums). Da die kommensale bakterielle Normalflora vorwiegend aus grampositiven, aeroben Bakterien besteht und es sich bei den pathogenen Bakterien mehrheitlich um gramnegative Anaerobier handelt, sollte die Antibiotikatherapie nach Möglichkeit so konzipiert sein, dass die physiologische Standortflora nicht zerstört wird. Die unkritische Verordnung von Breitbandantibiotika birgt das Risiko der Selektion multiresistenter Erreger (z. B. MRSA (Methicillin-resistenter Staphylococcus aureus), MRGN (Multiresistente gramnegative Erreger)), vor allem, wenn zu kurz oder zu niedrig dosiert wird. Der Einsatz von Breitbandantibiotika ist daher auf ein Minimum zu reduzieren. Zudem ist eine ausreichende Dosierung und Therapiedauer (sieben bis 18 Tage) notwendig, um mögliche Resistenzbildungen zu vermeiden. Die Compliance des Patienten wird durch eine umfassende Information über Therapiedauer und mögliche Nebenwirkungen erhöht. Eine selektive Antibiose reduziert das Risiko von Nebenwirkungen und wirkt sich damit günstig auf die Compliance und letztendlich den Therapieerfolg aus. Die bei der systemischen Parodontitistherapie eingesetzten Antibiotika sind nun im Folgenden näher charakterisiert.

Wirkstoffgruppen. Metronidazol ist ein bakterizides Antibiotikum aus der Gruppe der Nitroimidazole und Antibiotikum der ersten Wahl. Mechanistisch hemmt es die Nukleinsäuresynthese anaerober Bakterien. Es hat daher eine sehr gute Wirksamkeit gegen Parodontitiserreger wie T. forsythia, P. gingivalis, P. intermedia und F. nucleatum (47). Da Anaerobier auch die überwiegende Standortflora des Magen-Darm-Traktes ausmachen, sind in drei Prozent der Fälle gastrointestinale Nebenwirkungen (Erbrechen, Durchfall, Übelkeit) möglich (7). A. actinomycetemcomitans ist gegenüber Metronidazol resistent (vgl. hierzu auch Abb. 6e).

Gute Wirksamkeit gegenüber A. actinomycetemcomitans besitzen Amoxicillin bzw. Ciprofloxacin. Das Aminopenicillin Amoxicillin ist ein halbsynthetisches Penicillin- Derivat mit bakterizider Wirkung (Antibiotikum der 1. Wahl). Mechanistisch inhibiert es die bakterielle Zellwandpeptidoglycansynthese. Hauptnebenwirkungen sind makulöse Exantheme sowie gastrointestinale Nebenwirkungen (jeweils 5 bis 20 Prozent der Fälle).

Ciprofloxacin hemmt mechanistisch die bakterielle DNA-Topoisomerase II (bakterielle Gyrase). Der Wirkstoff aus der Gruppe der Fluorchinolone wirkt ebenfalls bakterizid. Ciprofloxacin besitzt eine breite Wirkung im grampositiven und gramnegativen Bereich, und wirkt auch gegen Mykobakterien. Es dient jedoch nur als Antibiotikum der zweiten Wahl bei nachgewiesener Penicillinallergie. Eine Monotherapie bei Infektion mit obligaten Anaerobiern muss vermieden werden. Hauptnebenwirkungen sind ebenfalls gastrointestinale Nebenwirkungen (6 Prozent der Fälle) sowie zentralnervöse Reaktionen. Eine bestehende Schwangerschaft stellt eine absolute Kontraindikation dar (7).

Doxycyclin ist ein bakteriostatisch wirksames Tetracyclin- Derivat. Mechanistisch hemmt Doxycyclin die bakterielle Proteinbiosynthese. Das Breitbandantibiotikum hat jedoch nur eine eingeschränkte Effektivität gegenüber den Markerkeimen der Parodontitis. Aus diesem Grund zählt Doxycyclin als Antibiotikum der dritten Wahl. Nebenwirkungen sind ggf. Übelkeit bzw. Photosensibilisierung (7). Unter dem Handelsnamen Ligosan © ist Doxycyclin seit einigen Jahren in Deutschland auch als lokales Antibiotikum erhältlich. Neue therapeutische Ansätze aus den USA nutzen die Wirkung von Doxycyclin bei niedriger Dosierung gegenüber den Matrix-Metalloproteinasen (kollagenabbauenden Enzymen). In dieser Dosierung (20 mg/Tag) ist es nicht antibiotisch wirksam und wird so in der Langzeittherapie gegen die körpereigene Immunabwehr eingesetzt. Mit guten klinischen Ergebnissen ist das Präparat in den USA unter dem Handelsnamen Periostat© erhältlich (56). In Deutschland ist diese „low-dose“ Therapie für die Parodontitistherapie jedoch noch nicht zugelassen. Clindamycin gehört zur Gruppe der Lincosamide. Mechanistisch inhibiert Clindamycin die bakterielle Proteinbiosynthese. Gefürchtetste Nebenwirkung ist die pseudomembranöse Enterocolitis hervorgerufen durch Clostridium difficile (7, 66). Aufgrund seiner guten Knochengängigkeit und seinem breiten Wirkspektrum findet es in der Zahnmedizin in Deutschland sehr häufige Anwendung. In der Parodontologie ist dies jedoch nicht der Fall. Lediglich auf T. forsythia wirkt es bakteriostatisch. Daher beschränkt sich der Einsatz von Clindamycin auf Allergien gegen die Antibiotika der ersten, zweiten und dritten Wahl. Ein relativ neues Antibiotikum in der Parodontitistherapie stellt Azithromycin aus der Gruppe der Makrolide dar. Die antimikrobielle Effektivität dieses Antibiotikums bei gleichzeitiger geringer Plasmakonzentration und geringen gastrointestinalen Nebenwirkungen lässt es zu einer sehr guten Alternative werden (44). Azithromycin weist eine sehr gute Wirksamkeit gegen Actinomyces spp. sowie eine mäßige Wirksamkeit gegen Spirochäten (Campylobacter spp., Treponema spp.), Anaerobier und Peptostreptokokken auf. Mechanistisch hemmt Azithromycin, das zur Gruppe der Makrolide gezählt wird, die bakterielle Proteinbiosynthese (Translokationsinhibitor) (7). Vergleichsstudien zwischen Azithromycin und einer Metronidazol/ Amoxicillin Kombinationstherapie zeigen ähnliche Ergebnisse hinsichtlich klinischer Parameter wie BOP, Attachmentgewinn und signifikant bessere Ergebnisse zur alleinigen geschlossenen Therapie (27, 51). Neben der antimikrobiellen Wirksamkeit wird ein immunmodulierender, antiinflammatorischer Effekt diskutiert (2, 7). Hinzu kommt eine verkürzte und vereinfachte Einnahmedauer für den Patienten. Weitere Studien werden jedoch nötig sein, um die positiven Effekte von Azithromycin zu untermauern. Nichtsdestotrotz stellt es eine gute Alternative mit geringen Nebenwirkungen zu den „klassischen“ Antibiotikaregimen dar.

Wahl des Wirkstoffes und Dosierung. Dem gezielten Einsatz von Antibiotika im Rahmen der Parodontitistherapie kommt – wie oben ausgeführt – eine große Bedeutung zu. Der Nachweis der Parodontalpathogene in der subgingivalen Mikroflora hilft bei der Auswahl geeigneter Antibiotika und der Reduktion des Einsatzes von Breitbandantibiotika. Bei Nachweis von Keimen des orangen und des roten Komplexes (Abb. 2) – ohne den gleichzeitigen Nachweis von A. actinomycetemcomitans – ist Metronidazol das Antibiotikum der ersten Wahl. Bei zusätzlichem Nachweis von A. actinomycetemcomitans sollte additiv Amoxicillin bzw. bei Vorliegen einer Penicillinallergie Ciprofloxacin verschrieben werden. Diese als „Van Winkelhoff-Cocktail“ bezeichnete Wirkstoffkombination liefert sehr gute klinische Ergebnisse (72). Allerdings besitzen beide Wirkstoffe zusammen ein deutlich breiteres Wirkspektrum als Metronidazol alleine, schädigen die physiologische Standortflora und sollten daher nur gezielt eingesetzt werden.

Doxycyclin ist aufgrund möglicher Nebenwirkungen als Therapiemittel der dritten Wahl anzusehen. Der Einsatz von Clindamycin sollte in der Parodontologie vermieden werden.

Eine gemeinsame wissenschaftliche Stellungnahme der DGMZK (Deutsche Gesellschaft für Zahn-, Mund- und Kieferheilkunde) und DG PARO (Deutsche Gesellschaft für Parodontologie) empfiehlt zusammenfassend folgende Therapiestrategien und Antibiotikadosierungen (4):

- Auftreten von Markerkeimen des orangen bzw. orange- assoziierten Komplexes und des roten Komplexes: Metronidazol 3 x 400 mg über sieben Tage

- Auftreten von Markerkeimen des orangen bzw. orange- assoziierten Komplexes und des roten Komplexes + A. actinomycetemcomitans: Metronidazol 3 x 400 mg + Amoxicillin 3 x 500 mg über sieben Tage. Bei Penicillinunverträglichkeit: Metronidazol 2 x 500 mg + Ciprofloxacin 2 x 250 mg über sieben Tage oder Azithromycin 1 x 500 mg über drei Tage

- Auftreten von A. actinomycetemcomitans alleine (sehr selten): Amoxicillin 3 x 500 mg über 14 Tage. Bei Penicillinunverträglichkeit: Ciprofloxacin 2 x 250 mg über zehn Tage

- Bei Unverträglichkeiten/Resistenzen als Mittel der dritten und vierten Wahl: Doxycyclin 1 x 200 mg am ersten Tag, anschließend 1 x 100 mg über 18 Tage. Alternativ: Clindamycin 4 x 300 mg über sieben Tage

Fazit. Der molekularbiologische Nachweis des mikrobiologischen Keimspektrums kann in der Parodontitistherapie eine wichtige und hilfreiche therapeutische Entscheidungshilfe darstellen. Eine antimikrobielle Therapie begleitend zu mechanischen antiinfektiösen Maßnahmen kann in schweren chronischen oder aggressiven Fällen bessere klinische Erfolge liefern (24, 61). Dadurch wird das Ausmaß ergänzender parodontalchirurgischer Maßnahmen verringert (40). Die qualitative und quantitative Bestimmung der Parodontalpathogene ermöglicht eine keimspezifische Antibiotikatherapie sowie ein Therapiemonitoring. Neben den herkömmlichen klinischen Parametern: Bleeding on Probing (BOP) und Sondierungstiefe (ST) ergibt sich für den Behandler somit eine dritte Säule zur Abschätzung des Therapieerfolges. Der weitaus wichtigste Grund für die gezielte mikrobiologische Diagnostik bleibt jedoch die Vermeidung von Über- bzw. Unterbehandlung und damit der verantwortungsvolle Umgang mit Antibiotika (59). Oftmals erfolgt der Einsatz einer Kombination aus Amoxicillin und Metronidazol („Van-Winkelhoff- Cocktail“) ohne mikrobiologische Diagnostik und auf Basis von klinischen Befunden. Außer Acht gelassen wird hierbei jedoch die womöglich unnötige Verschreibung von Antibiotika, resultierend in der Schädigung der intra- und extraoralen Keimflora, oder sogar einer unnötigen Resistenzentwicklung (25, 50, 70). So ist in vielen Fällen die Verschreibung von Antibiotika (meistens Metronidazol) für die adjuvante Antibiotikatherapie völlig ausreichend. Erst bei Nachweis von obligaten Anaerobiern (roter, oranger, orange-assoziierter Komplex) und der fakultativ-anaeroben Spezies A. actinomycetemcomitans ist eine Kombination mit Amoxicillin (oder Ciprofloxacin) indiziert. Eine neue Alternative mit vereinfachter Einnahme und geringen Nebenwirkungen kann das Makrolid Azithromycin darstellen. Für eine endgültige Empfehlung stehen jedoch noch weitere Studien aus. Aufgrund der in den letzten Jahren stetig zunehmenden Fallzahl multiresistenter Keime – ausgelöst durch einen erhöhten und z. Z. B. T. ungezielten Antibiotika-Einsatz – sollte die Gabe von Antibiotika dennoch so rational wie möglich („Antibiotic Stewardship“) entsprechend der mikrobiologischen Diagnostik erfolgen (59, 73).

Das Literaturverzeichnis finden Sie hier als PDF oder kann beim IZZ bestellt werden unter Tel: 0711/222966-14, Fax: 0711/222966-21 oder E-Mail: info@zahnaerzteblatt.de.

Dr. med. dent. Malte Michaelis 1,2
Prof. Dr. med. dent. Bernd Haller 1
Prof. Dr. med. Steffen Stenger 3
Prof. Dr. med. dent. Axel Spahr 4
Dr. med. Sebastian F. Zenk 3,5

1 Klinik für Zahnerhaltungskunde und Parodontologie, Universitätsklinikum Ulm,
2 f16 - Servicegesellschaft für Zahngesundheit mbH, Neu-Ulm
3 Institut für Medizinische Mikrobiologie und Hygiene, Universitätsklinikum Ulm,
4 Sydney Dental Hospital of Sydney, Sydney, Australien
5 Synlab Medizinisches Versorgungszentrum Augsburg GmbH, Augsburg

Die Autoren bedanken sich herzlich bei ZA Adnan Murati und MTLA Marion Ehrlich für die Bereitstellung, Bearbeitung und Mithilfe bei der Gestaltung der Fotos für diesen Beitrag.

* Interessenskonflikte. Das Labor für Orale Mikrobiologie der Klinik für Zahnerhaltungskunde und Parodontologie und des Instituts für Medizinische Mikrobiologie und Hygiene am Universitätsklinikum Ulm bietet einen PCR-Erregernachweis auf parodontalpathogene Bakterien an.

 

Gemeinschaftssymposium des TAKRegMed und der AfG in Frankfurt

 

Grundlagenforschung, translationale Forschung und klinische Forschung

Ausgabe 2, 2018

Inzwischen ist es schon fast Tradition geworden beim Zahnärztetag: das Gemeinschaftssymposium zweier forschungsorientierter Arbeitsgemeinschaften in der DGZMK, des Transdisziplinären Arbeitskreises für Regenerative Medizin (TAKRegMed), der sich der regenerativen Forschung in der Zahnmedizin verschrieben hat, zusammen mit der Arbeitsgemeinschaft für Grundlagenforschung (AfG), die seit 50 Jahren das Forum für dentale orale oder werkstoffkundliche Forschung bietet.

Auch 2017 konnten die beiden Fachgruppen, renommierte Referentinnen und Referenten akquirieren, die zu Themen aus ihren jeweiligen Forschungsgebieten einen State- of-the-Art-Überblick gaben. Es gelang so, Möglichkeiten und Grenzen zwischen Grundlagenforschung und Praxisanwendungen aufzuzeigen und einen Bogen zwischen der reinen Grundlagenforschung über die sogenannte translationale Forschung, also beispielsweise vom Tissue Engineering über den Tierversuch bis hin zur klinischen Anwendung zu spannen.

Pulparegeneration. Professor Dr. Kerstin Galler, Poliklinik für Zahnerhaltung und Parodontologie Fider Universität Regensburg, die seit vielen Jahren auf dem Gebiet der Pulparegeneration forscht, leitete in ihrem Vortrag „Regeneration, Reparatur und Tissue Engineering der Zahnpulpa“ von klinischer Seite in die Thematik ein. Sie stellte als Alternative zur Apexifikation Verfahren vor, die durch Induktion einer Einblutung in den Wurzelkanal bei Zähnen mit nicht abgeschlossenem Wurzelwachstum eine Gewebsneogenese, resultierend in vitalem Gewebe und damit Hartsubstanzapposition, am Apex erzielen können.

Bei dieser Vorgehensweise interagieren wahrscheinlich periapikale Stammzellen, die in den Wurzelkanal eingeschwemmt werden, mit freigesetzten Wachstumsfaktoren aus dem mit EDTA (Ethylendiamintetraessigsäure) behandelten Dentin. Fernziel sei in der Endodontologie eine echte Regeneration von Pulpagewebe, was allerdings im Tierversuch bisher noch nicht erreicht werden konnte. Das nach der Regenerationsbehandlung untersuchte Gewebe ähnelt eher Narbengewebe. Neue Ansätze sieht Prof. Galler im Einsatz der „Trias“ Wachstumsfaktoren mit entsprechenden Zellen und geeigneten Trägermaterialien. Als Zellen kommen hier vor allem dentale Stammzellen in Frage, die aus unterschiedlichen Kompartimenten von Zahn und Mundhöhle isoliert werden können. Diese sind in der Lage, sich auf sogenannten Scaffolds (individualisierte, bioaktive Trägermaterialien), wie beispielsweise die von ihr untersuchten gelartigen Matrizes, zu organisieren. Schließlich liefert die Dentinmatrix selbst geeignete Wachstumsfaktoren, die sich durch EDTA ultraschallaktiviert aus dem Wurzelkanaldentin freisetzen lassen. Zellfreie Ansätze verwenden beispielsweise Dentinmatrixprotein (DMP) mit Fibrin, dessen Applikation in entsprechenden Regenerationsmodellen zur Bildung eines pulpaähnlichen Gewebes führte. Als Ziel für die klinische Anwendung sieht sie eine „guided endodontic repair“-Strategie, bei der nach Konditionierung und induzierter Freisetzung endogener Wachstumsfaktoren diese Faktoren auf einem Trägermaterial in den Wurzelkanal appliziert werden.

Stammzellforschung. Priv.- Doz. Dr. Susanne Proksch, Klinik für Zahnerhaltungskunde und Parodontologie, Universitätsklinikum Freiburg, beschäftigt sich mit dentaler Stammzellforschung. Für ihre Forschung erhielt sie kürzlich den Mathilde-Wagner-Preis und leitet momentan eine Arbeitsgruppe im interdisziplinären Forschungsverbund „G.E.R.N – Gewebeersatz, Regeneration und Neogenese“ an der Universität Freiburg. Sie gab einen fundierten Überblick über die Interaktionen von Stammzellen, die in ihren „Nischen“ im Körper zahlreichen biochemischen und biomechanischen Einflüssen ausgesetzt sind. Diese Interaktionen modifizieren auch das Verhalten von Stammzellen im dentalen und orofazialen Bereich. Dazu gehören beispielsweise Wechselwirkungen mit Mikroorganismen, mit Zellen des Immunsystems oder Osteoblasten. Eine mechanische Beeinflussung durch Zugkräfte verändere ebenfalls das Verhalten der Zellen z. B. hinsichtlich ihres Proteinmetabolismus. Die Kenntnisse dieser gegenseitigen Einflüsse sind eine wichtige Voraussetzung für das Verhalten von Stammzellen auf Biomaterialien im Rahmen des Tissue Engineering. Dr. Proksch berichtete über eigene Untersuchungen an Scaffolds, hier porenhaltige Polymervliese, welche mit Stammzellen interagieren. Wichtig seien auch die mechanischen Eigenschaften solcher Materialien. Als eine wichtige Technologie für regenerative Verfahren betrachtet sie die Entwicklung von zellbesiedelten Membranen („cell sheets“) und spezielle biologische 3D-Druckverfahren (sog. Bioplotting), mit denen der Druck unterschiedlich kombinierter Gewebe, z. B. von Zement- Wurzelhaut-Knochen-Konstrukten, realisiert werden könnte.

Translationale Forschung. Priv.-Doz. Dr. Christiane Kunert- Keil, Leiterin des Forschungslabors der Poliklinik für Kieferorthopädie des Universitätsklinikums Dresden untersucht die Einheilung von Knochenersatzmaterialien nach „socket preservation“ und berichtete über ihre Untersuchungen an verschiedenen Tiermodellen. Hierbei ging es auch um die Frage, inwieweit sich Zähne durch augmentierte Areale hindurch kieferorthopädisch bewegen lassen und durch Knochenverdichtung sowie Vaskularisierung beeinflusst werden. Sie stellte eine laufende klinische Studie vor, in der an Patienten nach Extraktion von Prämolaren oder Molaren und socket preservation mit einem kommerziell erhältlichen, kollagenbasierten Ersatzmaterial eine Zahnbewegung in die augmentierte Region erfolgte. Schließlich präsentierte Dr. Kunert-Keil erste erfolgversprechende Ergebnisse zur Anwendung von Knochenmehl für regenerative Therapien. Knochenmehle werden in ihrem Labor im Hinblick auf ihre Zusammensetzung untersucht und ihre mögliche osteogene Kapazität getestet. Erste Versuche zur Füllung von Knochendefekten mit einem solchen Mehl im Schafmodell zeigten gute Regenerationstendenzen.

Kopf-Hals-Chirurgie. Priv.-Doz. Dr. Dr. Bernd Lethaus, Klinik für Mund-, Kiefer- und Gesichtschirurgie, Uniklinik RWTH Aachen, präsentierte seine komplexen Studien zum Tissue Engineering in der rekonstruktiven Kopf-Hals-Chirurgie. Ausgehend von Patientenfällen, bei denen nach umfangreichen tumorbedingten Resektionen aufwändige, langwierige und belastende Rekonstruktionsverfahren notwendig sind, stellte er neue experimentelle Ansätze vor, die eine Verbesserung vor allem der knöchernen Regeneration erwarten lassen. Auch hierbei ist Grundlagenforschung die Basis, um zunächst eine Auswahl alloplastischer Trägermaterialien auf Eignung für eine Besiedlung mit mesenchymalen Stammzellen in vitro zu etablieren und später am Tiermodell weiterführend zu testen. Als weiteren Ansatz berichtete er über magnesiumhaltige, biokompatible Materialien, die durch Oxidationsverfahren zusätzlich beschichtet und so nicht nur belastungsstabil, sondern auch kontrolliert resorbierbar hergestellt wurden. Zum Abschluss gab er einen Überblick über ein laufendes Projekt zur ektopen Knochenpräformation, um zunächst im Tierversuch vaskularisierte und personalisierte Knochenimplantate herstellen zu können. Erste Ergebnisse werden in Kürze erwartet. Lethaus betonte abschließend, dass CAD-CAM-Verfahren helfen werden, in Kombination mit Tissue Engineering die Rekonstruktions- und Rehabilitationschirurgie im Kopf- Hals-Bereich zu verbessern.

Preisträger. Ebenfalls schon Tradition haben die Vorträge der Preisträger der vorangegangenen AfG-Jahrestagungen. Dieses Mal waren es Dr. Matthias Widbiller aus der Poliklinik für Zahnerhaltung und Parodontologie der Universität Regensburg (1. Preis) und Dr. Anna Damanaki aus der Abteilung für Experimentelle Zahnheilkunde der Zahnklinik der Universität Bonn (2. Preis). Professor Galler fasste den Vortrag von Dr. Widbiller, der wegen eines Forschungsaufenthaltes im Ausland nicht persönlich vortragen konnte, zusammen, in dem es um die Gewinnung von Wachstumsfaktoren aus humaner Dentinmatrix und deren Einsatz in der experimentellen Pulparegenerationsforschung ging. Dr. Damanaki stellte ihre Untersuchungen zum Zusammenhang zwischen Parodontitis und Adipositas vor. Klinisch und histologisch konnte sie bei übergewichtigen Mäusen inflammatorische Veränderungen am Zahnhalteapparat nachweisen.

Fazit. Der Erfolg des Gemeinschaftssymposiums ist Anlass, auch am 9. November 2018 wieder eine solche Veranstaltung auf dem Deutschen Zahnärztetag zu realisieren. Eine weitere Tagung ist das Satellitensymposium des TAKRegMed am 8. Juni auf der 68. Jahrestagung der DGMKG in Dresden.

Prof. Dr. Werner Götz, Bonn, Dr. Katharina Reichenmiller, Tübingen